БИОХИМИЯ

УДК 577.352.4

Г. Г. Саакян, И. Р. Саакян

Регуляторная роль трансаминирования в сукцинатзависимом
поглощении
Ca2+ в митохондриях

(Представлено академиком М. А. Давтяном 7/XII 2005)

   Ключевые слова: трансаминирование, митохондрии, поглощение Ca2+, окисление сукцината, регуляция

   Известно, что трансаминазные реакции активно восполняют пул метаболитов цикла Кребса и в свою очередь им контролируются [1-7]. Стимуляция Ca2+ и H+ [1,5,8-10] a-кетоглутаратдегидрогеназы (КГДГ) - ключевого фермента цикла Кребса повышает ее сродство к a-кетоглутарату (КГЛ), субстрату точки разветвления, соединяющей цикл Кребса с метаболизмом аминокислот. Подавление аминооксиацетатом (АОА) обмена между глутаматом (ГЛУ) и КГЛ уменьшает поступление в цикл Кребса и сопряженное с синтезом сукцината окисление КГЛ [1,3,6], а следовательно, продукцию и обеспечение АТP и GТP эндергонических реакций [1,3-7, 9-13].
   В [12,14,15] нами выявлено реципрокное регуляторное влияние ГЛУ и КГЛ на поддерживаемое окислением сукцината поглощение Ca2+ в митохондриях. Подобная регуляция может осуществляться через аспартаттрансаминазную (АСТ) реакцию с участием оксалацетата (ОАА). В этом плане АСТ может видеться в роли легко обратимого метаболического звена реципрокной регуляции окисления сукцината и зависящего от этого окисления транспорта Ca2+.
   В настоящей работе исследовано влияние экзогенных ГЛУ и КГЛ на поддерживаемые окислением сукцината дыхание, восстановление NАD, поглощение и освобождение Ca2+ из митохондрий сердца животных с использованием оригинального приема изменения концентрационного соотношения в диапазоне 1:10 мМ ГЛУ и КГЛ на сукцинатзависимый транспорт Ca2+. Проведено сравнение действия на этот транспорт КГЛ и фосфоенолпирувата (ФЕП), известных источников ОАА и GТР, а также исследовано влияние на процесс ингибитора аминотрансфераз АОА.
   Использовали митохондрии сердца собаки, кролика, быка, морской свинки, крысы, мыши и голубя, а также гомогенаты сердца и печени крыс линии Вистар. Соотношение ткань - среда для печени 1:1 [16], для сердца - 1:3 [17].
   Процедура приготовления, хранения и отбора гомогенатов сердца и печени подробно описана в [16,17]. Митохондрии сердца выделяли методом дифференциального центрифугирования (1500 и 12000 оборотов в минуту по 10 мин), используя для этого среду сахарозы 300 мкМ, Нереs 10 мМ, ЭДТА 0,5 мМ, рН 7,4 в соотношении ткань - среда, равном 1:10. Среду суспендирования (без ЭДТА), модифицированную ГЛУ [17], использовали в соотношении ткань - среда, равном 10:1. Осадок митохондрий не промывали. Измерение фосфорилирующего окисления проводили с помощью платинового электрода полярографическим методом. Измерение окислительно-восстановительного превращения NАD проводили флуорометрическим методом (366-450 нм). Измерение поглощения Ca2+ в митохондриях. проводили по противофазному изменению H+/Ca2+ обмена с помощью водородного электрода. CaCl2 добавляли порциями до спонтанного выброса из митохондрий [17,19]. Сумма поглощенных катионов характеризует Ca2+-емкость. Измерение скорости синтеза АТP из АDP проводили по скорости убыли H+ (защелачиванию среды) после добавления АDР.
   Инкубационная среда для выделенных митохондрий сердца содержала 100 мМ сахарозы, 60 мМ KCl, 1.5 мМ KH2PO4, 1.5 мМ Tris-буфера, рН 7.4; для гомогенатов сердца и печени - 125 мМ KCl, 1 мМ KH2PO4, 1 мМ Hepes, рН 7.4, t = 25oC. Субстраты окисления и их концентрации указаны в подписях к рисункам. Митохондрии и гомогенат вносили в исследуемую среду с заранее добавленным субстратом окисления. Измерения проводили в течение не более 30-45 мин с момента получения препаратов. Белок измеряли методом Лоури. Результаты обрабатывали по критерию Стьюдента и методом парных сравнений( критерий Вилконсона U).
   Ограничивающее дыхание действие a-кетоглутарата при окислении сукцината. Добавление КГЛ или ГЛУ к митохондриям сердца собаки, кролика, быка, морской свинки, крысы, мыши и голубя по-разному воздействует на последующее окисление сукцината. На примере дыхания митохондрий сердца собаки показано (рис. 1), что КГЛ тормозит окисление сукцината (уменьшает стимулированное АDP и ДНФ дыхание), одновременно повышая эффективность фосфорилирования: дыхательный контроль (ДК) = 4.1 и АDP/О = 3.3 превышают таковые (ДК = 3.1 и АDP/О = 2.8) на одном сукцинате. ГЛУ активирует окисление сукцината без существенного усиления энергетического контроля дыхания: ДК = 3.57, АDP/О = 2.9. Возможно, влияние КГЛ на окисление сукцината обусловливается синтезом GТP в КГДГ реакции [18].

Рис. 1. Ограничение a-кетоглутаратом скорости дыхания на сукцинате в различных метаболических
состояниях в митохондриях сердца собаки.
Рис. 2. Уменьшение уровня NАDН при ограничивающем окисление сукцината действии
a-кетоглутарата (1) и фосфоенолпирувата (2) в митохондриях сердца кролика. Устранение этого
действия ротеноном.
Среда инкубации (рис.1, 2) общим объемом в 1 мл содержит: сахарозы 250 мМ, КС1 30 мМ, KH2 PO4
1.5 мМ, рН 7.5. Субстраты: 1- сукцинат 4 мМ, 2 - ГЛУ 6 мМ, 3 - КГЛ 6 мМ. Везде АDP добавлена по 200
мкМ, 2.4-динитрофенол - 30 мкМ. Субстраты добавлены до внесения в среду митохондрий по 1.5 мг.
На рис.2 последовательно добавлены: 1 - сукцинат 4 мМ, АDP 200 мкМ, КГЛ 10 мМ, ФЕП 1 мМ и
ротенон 2 мкМ; 2 - то же, что и 1, без КГЛ.

   Влияние a-кетоглутарата и фосфоенолпирувата на флуоресценцию генерируемого окислением сукцината NАDН. Из данных рис. 2 видно, что в митохондриях сердца кролика КГЛ и в заметно большей степени ФЕП уменьшают исходно высокий уровень восстановленности NАD, поддерживаемый окислением сукцината. Ротенон устраняет окисляющее действие обоих субстратов. Эти данные свидетельствуют о сходстве в регуляторном действии КГЛ и ФЕП на окисление сукцината.
   Реципрокность влияния a-кетоглутарата и глутамата на поддерживаемый окислением сукцината транспорт Ca2+. Влияние фосфоенолпирувата на процесс. Выявлена (табл.1,2, рис.3, а-в) высокая чувствительность сукцинатзависимого поглощения Ca2+ к изменению концентрационного соотношения ГЛУ и КГЛ в пределах 1-10 мМ. КГЛ при концентрационном преобладании над ГЛУ (10:1) подавляет процесс в сердце голубя на 67%, в сердце и печени крысы на 41 и 48%, соответственно, и вдвое сокращает (с 3 до 1.5 мин) продолжительность удержания катиона (рис.3,в). При обратном концентрационном соотношении ГЛУ к КГЛ, равном 10:1, подавляющее действие КГЛ не выявляется (рис.3,б). Следует заметить, что с высокими (10:10) концентрациями сравниваемых субстратов тормозящий эффект КГЛ ослабевает и варьирует между 7-30%. Активация или торможение процесса зависит от соотношения концентраций исследованных субстратов. Действие КГЛ и ГЛУ, по-видимому, связано единым реципрокным механизмом. Взаимодействие между ними осуществляется через реакцию трансаминирования с участием оксалацетата и аспарагиновой кислоты.

Таблица 1

Устранение a-кетоглутаратом активации глутаматом сукцинатзависимого
накопления Ca2+ в митохондриях (МХ) сердца голубя и гомогенатах сердца
и печени крысы

Примечание. % соотнесен к Ca2+ - емкости: на сукцинате (С) для 2, 3 и 4 (вторые строки); на сукцинате и
ГЛУ (С+ГЛУ) для 4 и 5 (третьи строки). *р = 0.01 к Ca2+ - емкости с добавленным сукцинатом.

   Сходство КГЛ и ФЕП в подавляющем поглощение Ca2+ действии (табл.2), которое полностью устраняется ГЛУ (рис.3,б,в), подтверждает предположение о близости механизма действия этих двух регуляторов на митохондрии.
   Выявлена высокая чувствительность действия ГЛУ к ингибитору трансаминаз - АОА (табл.2), который снижает стимулированное ГЛУ поглощение Ca2+, индуцирует выброс катиона. Ингибирующий эффект АОА (59%) превышает таковой КГЛ и ФЕП, но уступает малонату. Примечательно, что он не устраняется 10 мМ ГЛУ.

Таблица 2

Устранение a-кетоглутаратом, фосфоенолпируватом, аминооксиацетатом и
малонатом активации глутаматом сукцинатзависимого накопления Ca2+ и скорости
синтеза АТP в гомогенатах сердца и печени крысы

Примечание. % соотнесен к Ca2+ емкости и/или V синтеза АТР на сукцинате, глутамате 1 и ADP для
2-5.*p=0.01 к параметрам с добавленным сукцинатом, глутаматом и ADP.

Рис. 3. Реципрокность действия глутамата и a-кетоглутарата на зависимое от окисления сукцината
поглощение Ca2+ в гомогенатах печени у крыс. Устранение a-кетоглутаратом и фосфоенолпируватом
активации глутаматом поглощения Ca2+. Угнетение процесса малонатом.
Среда инкубации общим объемом в 2 мл содержит: КС1 125 мМ, Нереs 1 мМ, KH2PO4 1 мМ, рН 7.5.
Показатели при окислении: а. сукцината 4мМ - 1, сукцината и ГЛУ 1 мМ - 2, сукцината, ГЛУ и
малоната 2 мМ - 3; б. сукцината, ГЛУ1 мМ и КГЛ 10 мМ - 1, сукцината, ГЛУ 10 мМ и КГЛ 1мМ - 2,
сукцината, ГЛУ 10 мМ и КГЛ 10 мМ - 3; в. сукцината, ГЛУ 1мМ и ФЕП 1 мМ - 1, сукцината, ГЛУ 10 мМ
и ФЕП - 2. Добавлен CaCl2 по 100 нмолей.

   Действие аминооксиацетата на скорость синтеза АТP. Из табл.2 явствует, что на гомогенатах сердца и печени доля подавляющего влияния АОА существенно меньше по параметру синтеза АТP (11-17%), чем Ca2+-емкости (52-59%). В отдельной серии экспериментов на сердце исключение из среды гомогенизации ЭДТА приводило к ослаблению ответов митохондрий на добавленные АDP и Ca2+. Более того, на внесение ADP в присутствии АОА вместо защелачивания среды наблюдали закисление - смену знака ответа. Следовательно, в данных условиях проявлялось сильное подавляющее действие АОА на продукцию и обеспечение АТP поглощения Ca2+.
   Полученные результаты подтверждают наши предварительные данные [12,14,15] о реципрокности действия КГЛ и ГЛУ на поддерживаемые окислением сукцината процессы дыхания, восстановления NАD и поглощения Ca2+ в митохондриях и гомогенатах сердца и печени различных видов животных. Показано, что ГЛУ активирует дыхание на сукцинате. КГЛ ограничивает это дыхание и одновременно усиливает его энергетический контроль (рис.1). Его окисляющее NADH действие усиливается ФЕП и снимается ротеноном (рис.2). КГЛ и ФЕП устраняют долю активированного ГЛУ сукцинатзависимого поглощения Ca2+ (рис. 3,б,в). Сходство во влиянии на окисление сукцината этих двух природных поставщиков ОАА и GТP указывает на общность механизма их действия. GТР провоцирует ограничение сукцинатзависимого дыхания [13,18], поглощения Ca2+ [12,16,17], а также высвобождение и переход катиона из одного внутриклеточного депо в другое [19]. Процесс накопления Ca2+ преимущественно поддерживается окислением сукцината (рис.3) [15,16,20,21]. Стимуляция ГЛУ процесса обеспечиваeт повышение Ca2+-емкости в сердце голубя на 171%, в сердце и печени крысы на 96 и 90%, соответственно (рис.3, табл.1, 2). Малонатом оно полностью устраняется. Как показано ранее [16], использованная нами концентрация ГЛУ 1 мМ не вносит существенного вклада в накопление Ca2+, но, по-видимому, оказывается вполне достаточной для запуска реакции трансаминирования и устранения ОАА, сильного природного ингибитора активности сукцинатдегидрогеназы. В условиях концентрационного преобладания (10:1) КГЛ над ГЛУ реализуется тормозящее накопление Ca2+ действие, которое сменяется противоположным в условиях преобладания ГЛУ в пределах 1:5 мМ для сердца голубя и крысы и 1:10 мМ для печени крысы (рис.3, а-в, табл.1, 2).
   Рассмотренные данные предполагают индукцию переходов ГЛУ - КГЛ в ответ на изменение их концентрационных cоотношений [22,7,23], сопровождающихся сдвигами в содержании ОАА. Конкурентное ингибирование КГЛ активности АСТ [7], фосфоенолпируваткарбоксикиназы на 43% [24] и других ферментов превращения ОАА блокирует его утечку. В зависимости от доступности ОАА активность сукцинатдегидрогеназы может варьировать в широких пределах. Известно, что АСТ с одной стороны делит цикл Кребса на две отдельные [1,9,25] части, с другой, замыкая на себя, сопрягает эти части. Высокое содержание АСТ, ее локализация и прочность связи с внутренней мембраной митохондрий [1,5], ассоциация в мультиферментный комплекс и работа в "ансамбле" с КГДГ [1,10,22,23] обеспечивают высокую динамичность и взаимосогласованность превращения субстратов в системе в целом. Регуляция этого процесса в печени и почке [5], сердце [9,10] реализуется с участием Ca2+ и H+ [1,5,7,8,9,10,26]. Ca2+ увеличивает сродство КГДГ к ее пусковому субстрату, выступая в роли ведущего регулятора фермента in vivo [8]. Чувствительность к Ca2+ особенно высока для пула КГЛ, обеспечиваемого АСТ. Все сказанное подчеркивает ключевую роль вышеуказанного ферментного комплекса в регуляции и координации потоков субстратов как между отдельными частями цикла Кребса, так и между митохондриями и цитоплазмой.
   Окисление сукцината обеспечивает АТР транспорт Ca2+ и опосредованные данным катионом интенсивные функции (сокращение, секрецию) [1,16,19,25,26,27]. Oграничение окисления сукцината КГЛ и продуктами его превращения предупреждает чрезмерное поступление Ca2+ (рис.1-3, табл.1 и 2), перегрузку Ca2+ - выводящих каналов и инициацию избыточного образования свободных радикалов в митохондриях. Этим достигается стабильность энергопродуцирующей функции митохондрий, восполнение фонда АТP и GТP в тканях, поддержание работы органов в условиях различных физиологических и патологических состояний [1,5,9-12].
   Результаты работы указывают, что реципрокная регуляция ГЛУ и КГЛ сукцинатзависимого поглощения Ca2+ основывается на интегральном взаимодействии между легко подвижными трансаминазными реакциями, циклом Кребса и электронотранспортной системой митохондрий.

   Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН

Литература

    1. LaNoue K. F., Tischler M. E. - J. Biol. Chem. 1974. V. 249 (23). P. 7522-7528.
    2. Passarella S., Atlante A., Valenti D., de Ban L. - Mitochondrion. 2003. V. 2. P. 319-343.
    3. Sanborn T., Gavis W., Berkowitz S., Perille T. - Am. J. Physiol. 1979. V. 273. P. H535-H541.
    4. Sherry A. D., Zhao P., Wiethoff A. J. - Am. J. Physiol. 1998. V. 274 (43). P. H591-H599.
    5. Smith B. C., Clotfelter L. A., Cheung J. Y., LaNoue K. F. - Biochem. J. 1992. V. 284. P. 819-826.
    6. Snaith Ch. D., Wright G., Lofkin M. - J. Mol. Cell. Cardiol. 1992. V. 24. P. 305-315.
    7. Strzelecki T. Strzelecka D., Koch C. D. - Arch.Biochem.Biophys. 1988. V. 264(1). P. 310-320.
    8. Nichols B. J., Rigoulet M., and Denton R. M. - Biochem. J. 1994. V. 303. P. 461-465.
    9. O`Donnell J. M., Doumen Ch., LaNoue K. F. - Am. J. Physiol. 1998. V. 274(43). P. H467-476.
    10. Wan P., LaNoue K. F., Cheung J. Y. - J. Biol. Chem. 1989. V. 264(23). P. 13430-13439.
    11. Писаренко О. И., Шульженко В. С., Студнева И. М. - Кардиология. 2004. N4. С. 65-70.
    12. Саакян И. Р. В кн.: Рецепция и внутриклеточная сигнализация. Пущино. 2003. С. 270 -272.
    13. Kondrashova M. N., Doliba N. M. - FEBS Lett. 1989. V. 243. P. 153-155.
    14. Саакян И. Р. - В сб.: Терапевтическое действие янтарной кислоты. Пущино. 1976. С. 201-3.
    15. Саакян И. Р. - ДАН АрмССР. 1980. Т. 80. С. 110-116.
    16. Caaкян И. Р., Cаакян С. Г., Kондрашова М. Н. - Биохимия. 2001. Т. 66. С. 976-984.
    17. Caaкян И. Р., Шердукалова Л. Ф., Cаакян Г. Г. - Биомед. химия. 2003. Т. 49(5). С. 463-469.
    18. Оlson M. S., Allgyer T. T. - J. Biol. Chem. 1973. V. 248(5). P. 1582-1589.
    19. Tomas A. P. - Exp. Med. Biol. 1988. V. 232. P. 197-201.
    20. He W., Mlao F J.-P., Lin D. C.-H., Schwandner R. T. - Nature. 2004. V. 429. P. 188-193.
    21. Maechler P, Wollheim C. - Nature. 1999. V. 402(9). P. 685-689.
    22. Fahien L. A., MacDonald M. J., Kmiotek E. H. - J. Biol. Chem. 1988. V. 263(27). P. 13610-14.
    23. Teller J. K., Fahien L. A., Valivia E. - J. Biol. Chem. 1990. V. 265(27). P. 19486-19494.
    24. Titheradge M. A., Picking R. A., Haynes R. C. - Biochem. J. 1992. V. 285. P. 767-771.
    25. Кондрашова М. Н. - Биохимия. 1991. T. 56. C. 388-406.
    26. Duchen M. - J. Physiol. 1999. V. 516(1). P. 1-17.
    27. Lui P. Y., Chan F. l., Suen Y. R. - J. Biochem. Biophis. Res. Commun. 2003. V. 308. P. 826-833.
    28. Rizuto R., Pinton P., Brini M., Chiesa A. - Cell Calcium. 1999. V. 26(5). P. 193-199.